Konie Rozród

Głęboka domaciczna inseminacja klaczy

16/03/2018

Osobnym zagadnieniem jest problem klaczy podatnych na występowanie zapalenia macicy.

Wykazano, że po podaniu nasienia do macicy klaczy (krycie naturalne, inseminacja) zawsze w błonie śluzowej macicy rozwija się proces zapalny. Jest to naturalny mechanizm, który indukuje oczyszczanie się macicy i u zdrowych klaczy w ciągu kilkunastu godzin samoistnie ustępuje. U klaczy wrażliwych na zakażenia macicy stan zapalny endometrium zainicjowany podaniem nasienia nie zanika i jest w wielu przypadkach przyczyną niepłodności. Wykazano jednocześnie, że nasienie mrożone wywołuje znacznie bardziej nasilony proces zapalny błony śluzowej macicy. Ponadto plemniki inkubowane in vitro w wydzielinie zapalnej macicy wykazują znacznie mniejszą ruchliwość. Wobec tych faktów wydawać by się mogło, że głęboka inseminacja połączona ze zmniejszeniem objętości dawki inseminacyjnej i liczby plemników ograniczy kontakt nasienia z endometrium, skróci jego drogę do jajowodów, co w konsekwencji może zmniejszyć odpowiedź zapalną i doprowadzić do polepszenia płodności klaczy (21).

Sime i wsp. (2004) prześledzili wpływ różnych technik sztucznej inseminacji i różnych dawek nasienia na wskaźniki źrebności u klaczy zdrowych, jak i klaczy z problemami rozrodu. Problematyczne klacze wykazały znaczący spadek wskaźników źrebności po inseminacji histeroskopowej świeżym nasieniem w porównaniu z tradycyjną inseminacją domaciczną, podczas gdy u zdrowych klaczy wynik był zupełnie odwrotny, czyli większy odsetek zaźrebień uzyskiwano po głębokiej inseminacji. Tradycyjna inseminacja domaciczna u problematycznych klaczy wydaje się zapewniać wyższe wyniki zaźrebień niż głęboka inseminacja domaciczna. A zatem głęboka inseminacja, zarówno histeroskopowa, jak i za pomocą elastycznej pipety, nie może być zalecana do poprawy płodności klaczy z zaburzeniami rozrodu. Niemniej jednak u zdrowych klaczy inseminacja histeroskopowa ma większą skuteczność, gdy używa się małych dawek nasienia świeżego (17).

Schieman i wsp. (2001) przebadali 8 zdrowych klaczy w fazie diestralnej 5 dni po diagnostycznej histeroskopii i wyizolowali z macic czterech klaczy patogenne drobnoustroje. Ponadto sześć klaczy wykazywało oznaki zapalenia i znaczny naciek eozynofilowy w próbkach histopatologicznych pobranego biopsyjnie endometrium. Zaobserwowali oni również większy odsetek diagnozowanych zapaleń błony śluzowej macicy po inseminacji histeroskopowej. Mimo tych na pierwszy rzut oka zniechęcających wyników, wydaje się, że potrzebne są dalsze badania w celu określenia zagrożeń oraz ewentualnych korzyści płynących z głębokiej inseminacji domacicznej klaczy z zaburzeniami płodności (16).

Analizując przedstawione wyniki badań, można pokusić się o następujące podsumowanie:

Przy inseminacji pełnymi dawkami nasienia mrożonego o prawidłowej ruchliwości plemników, nasieniem świeżym oraz nasieniem schłodzonym, klasyczna inseminacja polegająca na deponowaniu nasienia do trzonu macicy wydaje się jak dotąd metodą z wyboru, a przy tym jest to technika znacznie łatwiejsza do zastosowania w praktyce, szczególnie w porównaniu z inseminacją przy zastosowaniu endoskopu.
Niewątpliwym wskazaniem do głębokiej inseminacji domacicznej jest inseminacja bardzo małymi dawkami plemników (poniżej 5 × 10⁶ PMN).
Zastosowanie głębokiej inseminacji nie poprawia wyników zaźrebień klaczy o obniżonej płodności, natomiast zwiększa efektywność inseminacji nasieniem ogierów o zmniejszonej płodności.
Nie ma istotnych różnic efektywności pomiędzy inseminacją metodą histeroskopową i za pomocą elastycznej pipety, wobec czego z uwagi na łatwość wykonania zabiegu w praktyce terenowej należy polecić tę drugą metodę.

Ryc. – Autorzy

PIŚMIENNICTWO

1. Ball B.A.: Hysteroscopic and low-dose insemination techniques in the horse. Recent advances in equine reproduction. Ithaca 2004. – 2. Brinsko S.P., Rigby S.L., Lindsey A.C., Blanchard T.L., Love C.C., Varner D.D.: Pregnancy rates in mares following hysteroscopic or transrectally-guided insemination with low numbers at the utero-tubal papilla. Theriogenology 59, 1001-1009, 2003. – 3. Buchanan B.R., Seidel Jr G.E., Mc Cue P.M., Schenk J.L., Herickhoff L.A., Squires E.L.: Insemination of mares with low numbers of either unsexed or sexed spermatozoa. Theriogenology 53, 1333-1344, 2000. – 4. Demick D.S., Voss J.L., Pickett B.W.: Effect of cooling, storage, glycerolization and spermatozoa numbers on equine fertility. J. Anim. Sci. 43, 633-637, 1976. – 5. Ismer N., Koene M., Przewoźny M.: Endoscopically controlled insemination in the mare using normal and low quality spermatozoa. Życie Wet. 79, 442--445, 2004. – 6. Lindsey A.C., Bruemmer J.E., Squires E.L. Low dose insemination of mares using non-sorted and sex sorted sperm An Reprod Scie 68, 279-289, 2001. – 7. Lyle S.K., Ferrer M.S.: Low-dose insemination – Why, when and how. Theriogenology 64, 572-579, 2005. – 8. Looms P.R.: The equine semen industry. Anim. Rep. Sci., 68, 191-200, 2001. – 9. Lyle S.K., Ferrer M.S.: Low-dose insemination – Why, when and how. Theriogenology 64, 572-579, 2005. – 10. Manning S.T., Bowman P.A., Fraser L.M., Card C.E.: Development of hysteroscopic insemination of the uterine tube in he mare. Proc Annu Conv Am Assoc Equine Pract, 44, 70-71, 1998.

11. Morris L.H., Tiplady C., Allen W.R.: Pregnancy rates in mares after a single fixed time hysteroscopic insemination of low number of frozen-trawed spermatozoa onto the uterotubal junction. Equine Vet. J. 35, 197-201, 2003. – 12. Petersen M.M., Wessel M.T., Scott M.A., Liu I.K.M., Ball B.A.: Embryo recovery rates in mares after deep intrauterine insemination with low numbers of cryopreserved equine spermatozoa. Theriogenology. 58, 663-665, 2002. – 13. Pickett B.W., Voss J.L.: The effect of semen extenders and sperm number on mare fertility. J. Reprod. Fert., Suppl. 23, 95-98, 1975. – 14. Pickett B.W., Amann R.P.: Cryopreservation of semen. W: Equine Reproduction, Lea & Febiger, Philadelphia, 769, 1993. – 15. Salzmann A.A.: The injection of sperm into the horns of the uterus in the artificial insemination of mares. Probl Zivotn. 5, 164-165, 1937. – 16. Schiemann V., Bartmann C.P., Kirpal G., Von Reiswitz A., Schoon H.A., Klug E.: Diagnostic Hysteroscopy in the mare – uterine contamination and endometrial reaction. Pherdeheilkunde 6, 557-564, 2001. – 17. Sieme H., Bonk A., Hamann H., Klug E., Katila T.: Effects of different artificial insemination techniques and sperm doses on fertility of normal mares and mares with abnormal reproductive history. Pherdeheilkunde 17, 145-154, 2004. – 18. Squires E.L.: Integration of future biotechnologies into the equine industry. Anim. Reprod. Sci. 89, 187-198, 2005. – 19. Rigby S., Derczo B., Brinsko S., Blanchard T.L., Taylor T., Forrest D., Varner D.: Ovidutal sperm numbers following proximal uterine horn or uterine body insemination. W: 46th Annual American Association Equine Practitioners Convention 332-4, 2000. – 20. Troedsson M.H.T., Liu I.K.M., Crabo B.G.: Sperm transport and survival in the mare: a review. Theriogenology 50, 807-818,1998.

21. Troedsson M.H.T., Loset K., Alghamdi A.M., Dahms B., Crabo B.G.: Interaction between equine semen and the endometrium: the inflammatory response to semen. Anim. Rep. Sci. 68, 273-278, 2001. – 22. Vazquez J.J, Medina V.M., Liu I.K.M., Ball B.A., Scott M.A.: Nonsurgical uterotubal insemination in the mare. Proc Annu Conv Am Assoc Equine Pract, 44, 68-69, 1998. – 23. Weems J.S., Byers W.: How to incorporate low-dose hysteroscopic insemination in an on-farm fresh semen program In: 50th Annual Convention of the American Association of Equine Practitioners, Denver, USA, 399-401, 2004.