Znieczulenie
W literaturze zalecane są różne schematy chemicznego uspokojenia i znieczulania ogólnego szopowatych, opierające się głównie na mieszankach ketaminy z ksylazyną, ketaminy z acepromazyną i ketaminy z medetomidyną. Autorzy amerykańscy jako bezpieczną mieszankę zalecają również połączenie tiletaminy i zolazepamu (niedostępny na krajowym rynku preparat Telazol®). W opisywanym przypadku znieczulenie uzyskano poprzez podanie domięśniowo mieszanki ketaminy (Bioketan®) z ksylazyną (Xylavet 2%®) w dawce odpowiednio 10 mg/kg i 2 mg/kg. W dostępnej literaturze zalecane dawki poszczególnych elementów mieszanki są różne i wahają się od 1-2 µg/kg ksylazyny + 10 µg ketaminy do odpowiednio 2 mg/ /kg i 20 mg/kg. Możliwe jest również zastosowanie znieczulenia wziewnego, jak opisuje Evans. Po indukcji za pomocą ketaminy lub wspomnianego preparatu Telazol®, stosował on izofluran w standardowy sposób wykorzystywany w znieczulaniu małych zwierząt.
W przypadku znieczulenia szopów i innych gatunków z rodziny szopowatych, należy pamiętać o trzech najczęstszych powikłaniach znieczulenia ogólnego: hipotermii, hipertermii i niedotlenieniu. Hipotermia zdarza się częściej u mniejszych przedstawicieli rodziny Procyonidae – kotofretek (Bassariscus sp.) i olingo (Bassaricyon sp.) – co wynika z niekorzystnego stosunku powierzchni ciała do jego masy. Hipertermia z kolei najczęściej ma miejsce w trakcie zabiegów przeprowadzanych w pomieszczeniach, w których panuje wysoka temperatura, oraz latem. Autorzy amerykańscy zalecają przeprowadzać kontrolę temperatury ciała w trakcie zabiegu nawet co 5 minut w warunkach podwyższonego ryzyka wystąpienia nieprawidłowości.
Opis zabiegu
Ponieważ w dostępnej autorom literaturze nie znaleziono doniesień o technice kastracji, zadecydowano wykastrować szopa metodą z rozcięciem i pozostawieniem osłonki pochwowej.
Po podaniu znieczulenia w iniekcji domięśniowej szop został ułożony w pozycji grzbietowej. Po wywiązaniu kończyn i wygoleniu pola operacyjnego odkażono je alkoholem.
Cięcie skórne wykonano na największej wypukłości jądra, przecinając skórę i osłonkę pochwową w celu jego uwidocznienia. Po wyjęciu jądra z osłonek przecięto więzadło ogona najądrza, uwalniając je od osłonek. Powrózek nasienny wraz z osłonką pochwową został podwiązany przy użyciu rozpuszczalnej nici Dexon 3–0 jak najbliżej kanału pachwinowego. Następnie odcięto jądro powyżej przewiązki i odprowadzono kikut powrózka nasiennego w głąb rany pokastracyjnej. Te same czynności zostały poczynione w stosunku do drugiego jądra. Skórę moszny zszyto pojedynczymi węzełkami nicią rozpuszczalną Dexon 2–0.
Zważywszy na predyspozycje gatunku do występowania hiper- i hipotermii podczas znieczulenia ogólnego, podczas trwania zabiegu cały czas była kontrolowana temperatura wewnętrzna organizmu. Początkowo nastąpił nieznaczny jej spadek, z 38,2°C do 37,5°C, w końcowym etapie zabiegu wynosiła ona 37,8°C. Cały czas utrzymywała się w granicach fizjologicznej normy (38°C ± 0,9°C).
Po zabiegu szop został zabezpieczony przed utratą ciepła za pomocą koców i maty grzewczej. Podano mu również atipamezol (0,1 ml Revertoru) w celu zniesienia działania ksylazyny. Rana pooperacyjna została zabezpieczona zmikronizowanym aluminium (Alu-Spray®), a na szyję zwierzęcia nałożono kołnierz ochronny w celu zabezpieczenia szwów przed wygryzieniem. Podano podskórnie enrofloksacynę (Baytril 2,5%®) w dawce 7 mg/kg, a właścicielom wydano enrofloksacynę w postaci tabletek (Enrobioflox® 50 mg) z poleceniem podawania codziennie przez 6 dni pół tabletki rano i wieczorem.
Szwy zdjęto po 10 dniach od zabiegu. Ze względu na znaczną aktywność zwierzęcia i obecność w gabinecie tylko jednego lekarza weterynarii, poddano je sedacji, podając domięśniowo mieszankę Bioketanu® (0,2 ml) i Xylavetu 2%® (0,3 ml). Według właścicielki szop nie wykazywał większego zainteresowania szwami umieszczonymi na mosznie.
W dwa tygodnie po zabiegu szopa zaszczepiono szczepionką Nobivac TRICAT®, w celu zabezpieczenia zwierzęcia przed panleukopenią. W dwa miesiące po zabiegu szop ponownie pojawił się w przychodni w celu przycięcia przerastających pazurów. Właścicielka jednoznacznie stwierdziła, że charakter zwierzęcia ulega wyraźnej zmianie i jest ono teraz znacznie mniej agresywne niż przed zabiegiem. Jednocześnie zachowała się charakterystyczna ciekawość świata i chęć penetracji całego otoczenia.
PIŚMIENNICTWO
Ryc. – Ł. Skomorucha
1. Bartoszewicz M., Okarma H., Zalewski A., Szczęsna J.: Ecology of the raccoon (Procyon lotor) from western Poland. Ann. Zool. Fennici. 2008, 45, str. 291-298. – 2. Blanton J., Hanlon C., Rupprecht Ch.: Rabies surveillance in the United States during 2006. Journal of the American Veterinary Medical Association, 4/2007, str. 540-556. – 3. Blanton J., Hanlon C., Rupprecht Ch.: Rabies surveillance in the United States during 2009. Journal of the American Veterinary Medical Association, 6/2010, str. 646-657. – 4. Gliński Z., Kostro K.: Choroby zakaźne zwierząt. PWRiL, Warszawa 2003. – 5. Głowaciński Z.: Szop pracz. Księga Gatunków Obcych Inwazyjnych w Faunie Polski, Instytut Ochrony Przyrody PAN w Krakowie, Kraków 2008. – 6. Johnson D.: Raccoon. Exotic DVM, volume 8, issue 6. – 7. Jóźwik T., Pęcherzewski T.: Szopowate; coraz częstsi pacjenci lekarza weterynarii. Weterynaria w Praktyce, listopad-grudzień 6/2008, str. 66-71. – 8. Koepfli K.-P., Gompper M., Eizirik E., Ho Ch., Linden L., Maldonado J., Wayne R.: Phylogeny of the Procyonidae (Mammalia: Carnivora): Molecules, morphology and the Great American Interchange. Molecular Phylogenetics and Evolution, 43 (2007), 1076-1095. – 9. Raccoon Rabies Epizootic – United States, 1993, Morbidity and Mortality Weekly Report, kwiecień 1994. – 10. Sadzikowski A., Szczepaniak K.: Pasożyty wewnętrzne szopów. Magazyn Weterynaryjny, październik 10/2009 (vol. 18, nr 149), str. 1078-1083.
11. Sorvillo F., Ash L., Berlin O., Yatabe J., Degiorgio C., Morse S.: Baylisascaris procyonis: an emerging helminthic zoonosis. Emerging infectious diseases, kwiecień 4/2002, str. 355-359.
