Która metoda jest najlepsza do wykrywania jaj pasożytów w rutynowym badaniu kału?

Badanie kału metodą flotacji z użyciem roztworu Sheathera uważa się za złoty standard w wykrywaniu większości, jeśli nie wszystkich, jaj robaków pasożytniczych oraz oocyst kokcydiów.^1,2 Jest to najbardziej odpowiedni test w rutynowej diagnostyce. Flotacja kału opiera się na zasadzie, że ciężar właściwy większości jaj pasożytów (oraz niektórych larw) wynosi od 1,05 do 1,20,³ a więc mają one mniejszą gęstość niż roztwory flotacyjne. W efekcie jaja pasożytów (oraz niektóre larwy) wypływają na powierzchnię roztworu flotacyjnego. Wirowanie skraca czas potrzebny do tego, by jaja wypłynęły na powierzchnię. Umożliwia również wydobycie większej liczby jaj niż w przypadku metod, w których nie stosuje się wirowania.^1,2 Co więcej, za pomocą wirowania łatwiej jest wykryć takie pasożyty jak Trichuris spp., których jaja charakteryzują się wysokim ciężarem właściwym i są nieliczne (patrz ramka „Schemat badania kału metodą flotacji wirówkowej”).

Na rynku dostępny jest gotowy roztwór Sheathera, można go również przygotować w lecznicy (patrz ramka „Przygotowanie roztworu sacharozy Sheathera”). Ma on wyższy ciężar właściwy (1,27) niż standardowe roztwory soli, takie jak siarczan cynku (ciężar właściwy 1,18), chlorek sodu i azotan sodu (ciężar właściwy od 1,18 do 1,20). Dzięki temu jest szczególnie wydajnym roztworem flotacyjnym. Na jego powierzchni unoszą się prawie wszystkie jaja pasożytów, w tym te o wyższym ciężarze właściwym (takie jak jaja pasożytów z rodzaju Taenia czy Physaloptera).

Bez względu na to, który roztwór zostanie wybrany, należy zmierzyć jego ciężar właściwy za pomocą hydrometru i powtarzać pomiar rutynowo (np. co miesiąc), by wykryć ewentualne zmiany spowodowane parowaniem. Zbyt wysoki ciężar właściwy roztworu może zniekształcić jaja lub cysty pierwotniaków (np. cysty Giardia spp.), a nawet doprowadzić do ich pęknięcia. Ze względu na różnice w ciężarze właściwym do izolacji cyst pierwotniaków z rodzaju Giardia zaleca się stosowanie roztworu siarczanu cynku zamiast roztworu Sheathera.

W miarę możliwości należy badać co najmniej 1 do 2 g kału. Przy analizowaniu mniejszych ilości istnieje ryzyko uzyskania wyników fałszywie ujemnych, szczególnie jeżeli liczba jaj w kale jest niewielka. Próbki kału powinny być względnie świeże. Najlepiej badać je w dniu pobrania, ponieważ jaja po wydaleniu kału rozwijają się dalej i mogą wykluwać się z nich larwy. Niższa temperatura spowalnia niektóre z tych zmian, jednak organizmy o większej wrażliwości (np. pierwotniaki z rodzaju Giardia) mogą nie przetrwać przechowywania.

W niektórych sytuacjach mogą być wskazane również inne techniki. Wykonanie preparatu bezpośredniego z kału w kropli roztworu fizjologicznego jest użyteczne w identyfikacji ruchomych organizmów, takich jak trofozoity Giardia spp. Badanie cytologiczne kału (rozmaz suszony w powietrzu atmosferycznym) może być wykorzystane do analizy nacieków komórkowych oraz flory bakteryjnej (np. Campylobacter czy Clostridium spp.). Metoda Baermanna umożliwia wykrycie larw nicieni, takich jak Aelurostrongylus i Strongyloides spp., natomiast metoda sedymentacji pozwala na izolację jaj przywr oraz embrionalnych jaj nicieni, które mają wyższy ciężar właściwy i trudniej unoszą się na powierzchni roztworu. Wybór metody badania kału powinien opierać się na objawach klinicznych i diagnostyce różnicowej. U niektórych pacjentów konieczne jest wykonanie całego panelu badań kału.

Veterinary Medicine • Vol 105, No 10, October 2010, p. 468

Joyce S. Knoll, VMD, PhD, DACVP
Department of Biomedical Sciences, Cummings School of Veterinary Medicine, Tufts University, North Grafton, MA 01536