WPD
ZALOGUJ
WPD
Prenumeruj
Odnów Subskrypcję
Prenumeruj
Czasopisma
Magazyn Weterynaryjny Weterynaria po Dyplomie
Praktyka
Kliniczna
Anestezjologia Behawioryzm Chirurgia Choroby wewnętrzne Choroby zakaźne Dermatologia Diagnostyka laboratoryjna Diagnostyka obrazowa Endokrynologia Farmakologia i toksykologia Gastroenterologia Geriatria Hematologia Kardiologia Laryngologia Nefrologia i Urologia Neurologia Okulistyka Onkologia Ortopedia Parazytologia Rehabilitacja Rozród Stany nagłe Stomatologia Żywienie
Gatunki
Konie Koty Psy
Wydarzenia
Kongres Webinaria
Filmy
Sklep
Koszyk
0
ZALOGUJ
Zarejestruj
Zaloguj
Zarejestruj

Choroby wewnętrzne Kardiologia Koty Stany nagłe

Jak leczyć chorobę zatorowo-zakrzepową kotów

14/03/2018

Warfaryna należy do najstarszych środków przeciwkrzepliwych, które znalazły zastosowanie w medycynie człowieka oraz medycynie weterynaryjnej, i nadal jest szeroko stosowana w leczeniu ludzi. Związek ten obniża aktywność zależnych od witaminy K czynników krzepnięcia II, VII, IX i X oraz czynników hamujących krzepnięcie – białka C i proteiny S.41 Jego użycie wymaga dokładnej analizy parametrów krzepliwości pacjenta, tak aby zminimalizować ryzyko powikłań związanych z krwotokami. Narzędziem diagnostycznym z wyboru jest w tym przypadku ocena czasu protrombinowego (PT, ang. prothombin time). U ludzi celem leczenia jest utrzymanie wartości międzynarodowego współczynnika znormalizowanego (INR – ang. international normalized ratio) od 2,0 do 3,0.9 Współczynnik INR pozwala w sposób wystandaryzowany ocenić wartość PT, z uwzględnieniem różnic między laboratoriami.

Na podstawie badań farmakodynamicznych przeprowadzonych u zdrowych kotów zaleca się użycie dawki 0,06 do 0,09 mg/kg m.c./dzień w postaci doustnej.41 Pacjenci, u których stosuje się warfarynę, muszą zostać najpierw poddani terapii przeciwkrzepliwej heparyną, ponieważ w pierwszej kolejności warfaryna powoduje zahamowanie czynności białka C i S, co może powodować początkową nadkrzepliwość.34 Na dzień dzisiejszy brak prospektywnych randomizowanych badań, które oceniłyby skuteczność działania warfaryny u kotów z chorobą zatorowo-zakrzepową i zasadność jej użycia, z uwagi na możliwie śmiertelne powikłania związane z nadmiernym krwawieniem.

Heparyna

Najlepsze efekty leczenia długoterminowego heparyną można osiągnąć, stosując jej postać drobnocząsteczkową. Najczęściej używanymi produktami HDC, które zostały dopuszczone do stosowania u ludzi, a są podawane także kotom w celu zapobiegania ATE, są dalteparyna (Fragmin – Eisai) oraz enoksaparyna (Lovenox – Sanofi Aventis). Właściciele kotów mogą zostać przeszkoleni, w jaki sposób podawać zwierzętom zastrzyki, tak samo jak w przypadku samodzielnych iniekcji insuliny.

Zalecane obecnie dawki wynoszą 100 j.m. dalteparyny dwa razy dziennie podskórnie oraz 1 mg/kg m.c. enoksaparyny podskórnie dwa razy dziennie.9 Według jednego z badań retrospektywnych HDC podawana w średniej dawce 99 j.m./kg m.c. była dobrze tolerowana, a powikłania w postaci krwawień były minimalne.42 Niemniej jednak ostatnie doświadczenia przeprowadzone u zdrowych kotów wykazały, że HDC podlega u nich szybkiemu wchłanianiu i wydalaniu.43,44 Powyższe wyniki stawiają więc pod znakiem zapytania dotychczas obowiązujące sposoby dawkowania tego leku. Być może zarówno dawka, jak i częstość podania wymagają zwiększenia. Kontrola prowadzonego leczenia polega na pomiarze aktywności czynnika anty-Xa po osiągnięciu stabilnego stanu w 48 godzin od rozpoczęcia postępowania. Chociaż wydaje się, że HDC jest bezpiecznym i dobrze tolerowanym lekiem u kotów, dotychczas nie przeprowadzono prospektywnych randomizowanych prób klinicznych, aby ocenić jej skuteczność w zapobieganiu ATE.

Aspiryna

Aspiryna stosowana jest od lat w leczeniu praktycznie każdej choroby zatorowo-zakrzepowej. Powoduje ona nieodwracalne zahamowanie czynności płytek krwi poprzez zablokowanie syntezy tromboksanu A2.45 Podawanie jej niskich dawek jest zalecane u ludzi w zapobieganiu potencjalnej nadkrzepliwości, która jest skutkiem zahamowania prostacyklin przy podawaniu aspiryny w wyższych (standardowych) dawkach.45 Leczenie z zastosowaniem niskich dawek aspiryny jest niedrogie, całkiem bezpieczne i zwykle dobrze tolerowane przez koty. Dawki wynoszą od 5 do 20,25 mg/kota, podawanych w odstępie 72 godzin.2 Okazało się bowiem, że taki sposób dawkowania prowadzi do podobnego czasu przeżycia i ryzyka nawrotów choroby i mniejszego ryzyka wystąpienia działań ubocznych w porównaniu z podawaniem wyższych dawek.2

Tienopirydyny

Tienopirydyny stanowią nową klasę środków hamujących aktywność płytek krwi poprzez działanie antagonistyczne względem receptora difosforanu adenozyny.46 Zablokowanie powyższego receptora uniemożliwia prawidłowe wytwarzanie serotoniny oraz może pomóc w utrzymaniu krążenia obocznego, a także zmniejszyć nasilenie objawów klinicznych u kotów, u których dochodzi do nawrotów choroby zatorowo-zakrzepowej. Dwoma lekami z tej klasy, które znalazły swoje zastosowanie u kotów, są klopidogrel (Plavix – Bristol-Myers Squibb/Sanofi Aventis) oraz tyklopidyna (Ticlid – Roche Laboratories). Klopidogrel w porównaniu z tyklopidyną cechuje się mniejszym nasileniem działań ubocznych u ludzi, polegających przede wszystkim na niepożądanych objawach ze strony układu pokarmowego.46

Small 3639

Tabela 1. Dotychczasowe badania opisujące leczenie początkowe zakrzepicy aorty u kotów, odsetek zwierząt, które zostały wypisane ze szpitala, oraz średni czas ich przeżycia

Działanie obydwu leków zostało przebadane u kotów. Badanie przeprowadzone na niewielkiej liczbie kotów wykazało, że tyklopidyna hamuje w sposób efektywny aktywność płytek krwi, nie zaleca się jednak jej stosowania u tego gatunku zwierząt z uwagi na zależne od dawki zaburzenia układu trawiennego.47 Klopidogrel w dawce 18,75 mg/kota, podawany doustnie co 24 godziny, okazał się także skuteczny w zmniejszaniu agregacji płytek krwi.48,49 Obecnie prowadzone jest wieloośrodkowe badanie FATCAT metodą podwójnie ślepej próby, porównujące skuteczność klopidogrelu względem standardowej dawki aspiryny (81 mg/kota co 72 godziny) w zapobieganiu nawrotom ATE. Powinno ono zapewnić dobrą informację na temat względnej przydatności dwóch sposobów leczenia tej choroby u kotów (http://vin.com/fatcat).

Rokowanie

Rokowanie dla kotów z ATE nadal jest określane jako ostrożne do złego. Większość z tych zwierząt umiera z powodu tej choroby bądź też zostaje poddana eutanazji. W tabeli 1 przedstawiono podsumowanie różnych metod leczenia ATE wraz z czasem przeżycia pacjentów. Według badań biorących pod uwagę wiele sposobów terapii, odsetek kotów, które dożywają wypisu z kliniki, wynosi jedynie 27-35%.1,2,37,38 Średni czas przeżycia tych zwierząt określany jest na 117 do 345 dni.1,2,4,37

Temperatura ciała to jeden z najważniejszych czynników prognostycznych. Hipotermia stwierdzana w momencie przyjęcia pacjenta niezmiennie wiąże się ze złym rokowaniem. W jednym z badań model mający za zadanie przewidzieć rokowanie dla pacjenta wykazał, że prawdopodobieństwo przeżycia u zwierzęcia z temperaturą ciała 37,2°C wynosi 50%, ale u kota z temperaturą 35,6°C jest już mniejsze niż 25%.2

Również liczba kończyn dotkniętych zmianami chorobowymi ma wpływ na rokowanie. Jest ono gorsze u pacjentów z zatorem dwóch kończyn, w porównaniu z tymi, u których choroba dotknęła tylko jedną kończynę.2 Ponadto rokowanie dla kotów z zatorem kończyn piersiowych jest lepsze niż dla tych, u których skrzeplina umiejscowiła się w kończynach miednicznych.9

Towarzysząca zastoinowa niewydolność serca nie wpływa na przeżycie do momentu wypisania z kliniki, skraca jednak ogólny czas przeżycia.2 Ryzyko nawrotu ATE u kotów jest dość duże i wynosi od 25 do 47%.1,2,37

Podsumowanie

Zakrzepica aorty jest poważnym zaburzeniem, obejmującym blisko 30% populacji kotów z chorobą serca.4 Leczenie ATE polega na zwalczaniu bólu, zapobieganiu dalszemu tworzeniu się zakrzepów, ograniczaniu efektów uszkodzenia poreperfuzyjnego poprzez utrzymanie właściwego ukrwienia tkanek oraz zwalczaniu przyczyny bezpośredniej. Hipotermia stwierdzana w momencie przyjęcia stanowi zły czynnik prognostyczny. Głównym problemem pozostaje nawrót zakrzepicy. Aktualne zalecenia zapobiegania powtórnym epizodom ATE obejmują podawanie aspiryny (w różnych dawkach), HDC oraz klopidogrelu pojedynczo lub łącznie. Obecnie brak skutecznej metody zapobiegania chorobie zatorowo-zakrzepowej, która byłaby lepsza od innych. Rokowanie długoterminowe jest ostrożne do złego, większość kotów umiera bowiem na skutek powikłań związanych z ATE lub CHF.

Veterinary Medicine • Vol 105, No 11, November 2010, p. 504

Timothy Koors, DVM
H. Cecilia Marshall, DVM, DACVIM (kardiologia)
Veterinary Specialty Services, 1021 Howard George Drive, Manchester, MO 63021


PIŚMIENNICTWO

1. Laste NJ, Harpster NK. A retrospective study of 100 cases of feline distal aortic thromboembolism: 1977-1993. J Am Anim Hosp Assoc 1995;31(6):492-500.

2. Smith SA, Tobias AH, Jacob KA, et al. Arterial thromboembolism in cats: acute crisis in 127 cases (1992-2001) and long-term management with low-dose aspirin in 24 cases. J Vet Intern Med 2003;17(1):73-83.

3. Peterson EN, Moise NS, Brown CA, et al. Heterogeneity of hypertrophy in feline hypertrophic heart disease. J Vet Intern Med 1993;7(3):183-189.

4. Rush JE, Freeman LM, Fenollosa NK, et al. Population and survival characteristics of cats with hypertrophic cardiomyopathy: 260 cases (1990-1999). J Am Vet Med Assoc 2002;220(2):202-207.

5. Atkins CE, Gallo AM, Kurzman ID, et al. Risk factors, clinical signs, and survival in cats with a clinical diagnosis of idiopathic hypertrophic cardiomyopathy: 74 cases (1985-1989). J Am Vet Med Assoc 1992;201(4):613-618.

6. Fox PR, Maron BJ, Basso C, et al. Spontaneously occurring arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy in the domestic cat: a new animal model similar to the human disease. Circulation 2000;102(15):1863-1870.

7. Cote E, Harpster NK, Laste NJ, et al. Atrial fibrillation in cats: 50 cases (1979-2002). J Am Vet Med Assoc 2004;225(2):256-260.

8. Kittleson MD, Kienle RD. Thromboembolic disease. In: Small animal cardiovascular medicine. St. Louis, Mo: Mosby, 1998;540-547.

9. Smith SA, Tobias AH. Feline arterial thromboembolism: an update. Vet Clin North Am Small Anim Pract 2004;34(5):1245-1271.

10. Sykes JE. Ischemic neuromyopathy due to peripheral arterial embolization of an adenocarcinoma in a cat. J Feline Med Surg 2003;5(6):353-356.

11. Hogan DF, Dhaliwal RS, Sisson DD, et al. Paraneoplastic thrombocytosis-induced systemic thromboembolism in a cat. J Am Anim Hosp Assoc 1999;35(6):483-486.

12. Ibarrola P, German AJ, Stell AJ, et al. Appendicular arterial tumor embolization in two cats with pulmonary carcinoma. J Am Vet Med Assoc 2004;225(7):1065-1069, 1048-1069.

13. Schober KE, Maerz I. Doppler echocardiographic assessment of left atrial appendage flow velocities in normal cats. J Vet Cardiol 2005;7(1):15-25.

14. Schober KE, Maerz I. Assessment of left atrial appendage flow velocity and its relation to spontaneous echocardiographic contrast in 89 cats with myocardial disease. J Vet Intern Med 2006;20(1):120-130.

15. Black IW. Spontaneous echo contrast: where there’s smoke there’s fire. Echocardiography 2000;17(4):373-382.

16. Bedard C, Lanevschi-Pietersma A, Dunn M. Evaluation of coagulation markers in the plasma of healthy cats and cats with asymptomatic hypertrophic cardiomyopathy. Vet Clin Pathol 2007;36(2):167-172.

17. Stokol T, Brooks M, Rush JE, et al. Hypercoagulability in cats with cardiomyopathy. J Vet Intern Med 2008;22(3):546-552.

18. Ohta K, Gotoh F, Tomita M, et al. Animal species differences in erythrocyte aggregability. Am J Physiol 1992;262(4 Pt 2):H1009-H1012.

19. Helenski CA, Ross JN Jr. Platelet aggregation in feline cardiomyopathy. J Vet Intern Med 1987;1(1):24-28.

20. Watson T, Shantsila E, Lip GYH. Mechanisms of thrombogenesis in atrial fibrillation: Virchow’s triad revisited. Lancet 2009;373:155-166.

21. Krishnamoorthy S, Lim SH, Lip GY. Assessment of endothelial (dys)function in atrial fibrillation. Ann Med 2009;41(8):576-590.

22. Schaub RG, Meyers KM, Sande RD, et al. Inhibition of feline collateral vessel development following experimental thrombolic occlusion. Circ Res 1976;39(5):736-743.

23. Schaub RG, Meyers KM, Sande RD. Serotonin as a factor in depression of collateral blood flow following experimental arterial thrombosis. J Lab Clin Med 1977;90(4):645-653.

24. Schaub RG, Gates KA, Roberts RE. Effect of aspirin on collateral blood flow after experimental thrombosis of the feline aorta. Am J Vet Res 1982;43(9):1647-1650.

25. McMicheal M, Moore RM. Ischemia-reperfusion injury pathophysiology, part I. J Vet Emerg Crit Care 2004;14(4):231-241.

26. Cauwels A. Nitric oxide in shock. Kidney Int 2007;72(5):557-565.

27. Seal JB, Gewertz BL. Vascular dysfunction in ischemia-reperfusion injury. Ann Vasc Surg 2005;19(4):572-584.

28. Aroch I, Keidar I, Himelstein A, et al. Diagnostic and prognostic value of serum creatine-kinase activity in ill cats: a retrospective study of 601 cases. J Feline Med Surg 2010;12(6):466-475.

29. Wegner K, Robertson SA, Kollias-Baker C, et al. Pharmacokinetic and pharmacodynamic evaluation of intravenous hydromorphone in cats. J Vet Pharmacol Ther 2004;27(5):329-336.

30. Robertson SA, Lascelles BD, Taylor PM, et al. PK-PD modeling of buprenorphine in cats: intravenous and oral transmucosal administration. J Vet Pharmacol Ther 2005;28(5):453-460.

31. Lamont LA. Feline perioperative pain management. Vet Clin North Am Small Anim Pract 2002;32(4):747-763, v.

32. Robertson SA, Lascelles BDX, Taylor P. Effect of 0.1, 0.2, 0.4 and 0.8 mg/kg of IV butorphanol on thermal antinociception in cats. Vet Anaesth Analg 2003;30:108.

33. DiBartola S. Disorders of potassium. In: Fluid, electrolyte, and acid-base disturbances. St. Louis, Mo: Elsevier Health; 2006.

34. Lunsford KV, Mackin AJ. Thromboembolic therapies in dogs and cats: an evidence-based approach. Vet Clin North Am Small Anim Pract 2007;37(3):579-609.

35. Kellerman DL, Lewis DC, Meyers NC, et al. Determination of a therapeutic heparin dosage in the cat. (abstr). J Vet Intern Med 1996;10:231.

36. Thompson MF, Scott-Moncrieff JC, Hogan DF. Thrombolytic therapy in dogs and cats. J Vet Emerg Crit Care 2001;11(2):111-121.

37. Moore KE, Morris N, Dhupa N, et al. Retrospective study of streptokinase administration in 46 cats with arterial thromboembolism. J Vet Emerg Crit Care 2000;10(4):245-257.

38. Welch KM, Rozanski EA, Freeman LM, et al. Prospective evaluation of tissue plasminogen activator in 11 cats with arterial thromboembolism. J Feline Med Surg 2010;12(2):122-128.

39. Koyama H, Matsumoto H, Fukushima RU, et al. Local inter-arterial administration of urokinase in the treatment of a feline distal aortic thromboembolism. J Vet Med Sci 2010;72(9):1209-1211.

40. Reimer SB, Kittleson MD, Kyles AE. Use of rheolytic thrombectomy in the treatment of feline distal aortic thromboembolism. J Vet Intern Med 2006;20(2):290-296.

41. Smith SA, Kraft SL, Lewis DC, et al. Pharmacodynamics of warfarin in cats. J Vet Pharmacol Ther 2000;23(6):339-344.

42. Smith CE, Rozanski EA, Freeman LM, et al. Use of low molecular weight heparin in cats: 57 cases (1999-2003). J Am Vet Med Assoc 2004;225(8):1237-1241.

43. Alwood AJ, Downend AB, Brooks MB, et al. Anticoagulant effects of low-molecular-weight heparins in healthy cats. J Vet Intern Med 2007;21(3):378-387.

44. Vargo CL, Taylor SM, Carr A, et al. The effect of a low molecular weight heparin on coagulation parameters in healthy cats. Can J Vet Res 2009;73(2):132-136.

45. Clarke RJ, Mayo G, Price P, et al. Suppression of thromboxane A2 but not of systemic prostacyclin by controlled-release aspirin. N Engl J Med 1991;325(16):1137-1141.

46. Quinn MJ, Fitzgerald DJ. Ticlopidine and clopidogrel. Circulation 1999;100(15):1667-1672.

47. Hogan DF, Andrews DA, Talbott KK, et al. Evaluation of antiplatelet effects of ticlopidine in cats. Am J Vet Res 2004;65(3):327-332.

48. Hogan DF, Andrews DA, Green HW, et al. Antiplatelet effects and pharmacodynamics of clopidogrel in cats. J Am Vet Med Assoc 2004;225(9):1406-1411.

49. Hamel-Jolette A, Dunn M, Bedard C. Plateletworks: a screening assay for clopidogrel therapy monitoring in healthy cats. Can J Vet Res 2009;73(1):73-76.

< 1 2 3 4 5
NAJPOPULARNIEJSZE
Onkologia
Rak przejściowokomórkowy (TCC), czyli złośliwy nowotwór pęcherza moczowego
Nowa formuła Kongresu ApD Weterynaria – dwa razy więcej wiedzy!
Anestezjologia
Postawmy na rozsądek podczas planowania znieczulenia regionalnego
POLECANE ARTYKUŁY
Farmakologia i toksykologia
Opioidowa farmakoterapia bólu okołooperacyjnego u psów i kotów
Hematologia
Zależne od rasy zmiany w obrazie krwi u psów i kotów. Cz. II
Choroby zakaźne
Grzybice narządowe kotów – aktualne dane
Chirurgia
Rany u małych zwierząt. Cz. III. Czemu rana się nie goi
Parazytologia
Motyliczka mięśniowa – możliwości rozpoznawania nowego zagrożenia
Kardiologia
Pies z nietolerancją wysiłkową i posmutnieniem. Rozwiązanie zagadki
Stomatologia
„Zdejmowanie kamienia nazębnego” czy „stomatologiczny zabieg profilaktyczny”?
Parazytologia
Zachowania prozdrowotne właścicieli psów i kotów w zakresie profilaktyki chorób pasożytniczych
NEWSLETTER
OBSERWUJ NAS NA
NASZE PUBLIKACJE
  • Magazyn Weterynaryjny
  • Zamów prenumeratę
  • Czytaj on-line
  • Weterynaria po Dyplomie
  • Zamów prenumeratę
  • Czytaj on-line
  • Dodatek Online
  • Filmy


AKADEMIA PO DYPLOMIE WETERYNARIA
  • Termin i miejsce
  • Program
  • Koszty uczestnictwa
  • Rejestracja online


POMOC
  • Kontakt
  • Polityka prywatnosci
  • Zadaj pytanie
  • Logowanie i rejestracja
  • Regulamin
  • Metody płatności
  • Regulamin publikowania prac
  • Filmy Pomoc


KONTAKT

Medical Tribune Polska Sp. z o.o.
ul. Grzybowska 87
00-844 Warszawa
NIP: 521-008-60-45


801 044 415
+48 (22) 444 24 44
kontakt@magwet.pl
Nr konta: 13 1600 1068 0003 0102 0949 9001

Kontakt w sprawie reklam: magwet-reklama@medical-tribune.pl

Anuluj